Punktmutationen schaffen Nahrungspflanzen

In der molekularen Evolutionsforschung sind Kulturpflanzen beliebte Untersuchungsgegenstände. Denn es gibt dank Datenbanken und noch lebender Urformen Material, anhand dessen man Evolutionsprozesse experimentell nachvollziehen kann. Kürzlich zeigten Analysen der Genome von Mais und seiner Wildform, dass der wohl entscheidendste morphologische Unterschied zwischen beiden auf eine einzige Basenmutation in einem Regulatorgen zurückzuführen ist. Der Ursprung vom Mais liegt somit nicht in dramatisch großen, sondern in minimalen Veränderungen der Erbsubstanz.

Mais gehört neben Reis und Weizen und der Hülsenfrucht Soja zu den wichtigsten vier Nahrungspflanzen der Welt. Er produziert pro Fläche jährlich mehr Ertrag als Weizen und Reis und ist deshalb vor dem Hintergrund der mangelnden noch nutzbaren Agrarflächen von enormer Bedeutung für den weltweiten Anbau von Nahrungs- und Futtermitteln, aber auch zur Erzeugung von Energie.

Schon lange wird deshalb an der Evolution des Maises (Zea mays ssp. mays) geforscht: Wie wurde aus dem Vorfahren, dem Süßgras Teosinte (Zea mays ssp. parviglumis), die heutige Kulturpflanze? Welche molekularen Details stecken hinter den Züchtungen der mexikanischen Bauern, die vor vermutlich 9.000 Jahren den Mais domestizierten?

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Umfassende Genomvergleiche und gezielte Analysen von Genen erweitern stetig unser Verständnis des Evolutionsprozesses. Basierend auf den vorangegangen Studien löste ein Forscherteam nun ein konkretes Rätsel: Wie wurden die harten Samenschalen des Süßgrases Teosinte, die den Samen fest verschließen, zu reduzierten Samenschalen, die das Maiskorn an einem Kolben offenlegen – und damit den Mais zu einem so geeigneten Nahrungsmittel machen? Die Antwort ist erstaunlich – und birgt mögliche Chancen für die Entwicklung neuer Forschungspfade.

Ungleiche Gleiche

Teosinte und Mais sieht man ihre enge Verwandtschaft nicht an: Während Teosinte stark verzweigt ist und kleine Blütenstände trägt, hat Mais einen Haupttrieb und große Kolben. Vor allem aber verbirgt Teosinte seine Samen in einer harten, schützenden Hülle. Am Maiskolben dagegen sitzen die Samen offen – quasi fertig zum Verzehr. Dass Mais von Teosinte abstammt, war deshalb lange umstritten und wurde erst in den letzten Jahrzehnten durch molekularbiologische Vergleiche belegt.

Seit 1990 weiß man, dass die Gene, die die Unterschiede zwischen Mais und Teosinte kontrollieren, in lediglich sechs Regionen des Genoms angesiedelt sind. Diese sogenannten Domestizierungsloci veränderten sich unter dem Selektionsdruck der Züchtung.

Auf einem dieser Domestizierungsloci sitzt das Regulatorgen tga1 (teosinte glume architecture1, zu Deutsch: Teosinte Spelzenarchitektur1). 2005 wurde es als alleinverantwortlich für die Kontrolle des Baus der Samenhülle in Teosinte und Mais identifiziert. Tga1 gehört zu einer Genfamilie der Transkriptoren, die die Genexprimierung fördern und in der Blütenentwicklung aktiv sind. Regulatorgene nehmen im Genom die Funktion eines Dirigenten ein: Sie bestimmen, wer spielt, wie laut und wie schnell – übertragen: ob und in welcher Ausprägung Gene in Merkmale übersetzt werden. Die Studie von 2005 zeigt, dass tga1 diese Funktion in der Ursprungsform Teosinte erfüllt, indem es für die Ausbildung einer Samenhülle sorgt, dass es aber in Mais die Ausbildung der Samenhülle unterbindet. Das gleiche Gen, das in Teosinte ein Transkriptor ist, ist im Mais ein Repressor.

Polymorphismus – ein Gen, zwei (oder mehr) Phänotypen

Erst im Juli 2015, zehn Jahre später, entschlüsselte das Forscherteam den Unterschied zwischen dem Teosinte- und dem Mais-Allel von tga1: Ein einziger fixierter Nukleotid, die kleinste Einheit eines Gens, ist ausgetauscht worden. Während Basenpaar-Mutationen oft gar nicht bemerkt werden, hatte diese eine große Wirkung. Denn die Zielsequenz kodiert durch den Austausch plötzlich für eine andere Aminosäure: Die Sequenz im Teosinte-Allel kodiert für Lysin, die im Mais-Allel für Asparagin, jeweils Dimere mit unterschiedlich starken Bindungen. Somit wird in beiden Pflanzenformen ein anderer Baustein in das Endprodukt des Gens, das regulatorische Protein TGA1, eingebaut.

Nachdem die Sequenzunterschiede identifiziert waren, war es die Herausforderung dieser Publikation, auch nachzuweisen, ob der Austausch der Basenpaare tatsächlich der Grund dafür ist, dass TGA1 in Mais anders reguliert als in Teosinte, und wie die neue Form der Regulation abläuft. In molekulargenetischen und gentechnischen Experimenten untersuchten sie die gleichen Pflanzenvariationen wie 2005, nur dieses Mal in noch größere Versuchsgruppen, denn je größer die Stichprobe desto genauer die Ergebnisse.

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Nachweis von unterschiedlichen Funktionen mit Biolumineszenz

Eine bewährte Methode, die Aktivität eines Gens zu identifizieren, ist, die Aktivität im wahrsten Sinne des Wortes sichtbar zu machen. Hierfür werden in die Genome der zu untersuchenden Pflanze mithilfe von Reportergenen, Gene aus biolumineszierenden Organismen, eingepflanzt. Im Labor lässt sich dann je nach Stärke der ausgeprägten Biolumineszenz - also die Anregung zum Leuchten bei einer genau definierten Wellenlänge des Lichts - der Zellen ablesen, ob und in welchem Grad ein Gen aktiv war. Um die Aktivität eines Repressors nachzuweisen, muss man sowohl das Repressorgen zum Leuchten bringen als auch das Genprodukt, das exprimiert wird - oder eben nicht; letzteres erreicht man, indem man Effektorproteine in die Pflanzenzelle einbringt, die erst nach Bindung an das Zielprotein leuchten. Die Biolumineszierenden Moleküle stammen aus den Genomen von z. B. Glühwürmchen oder Nesseltieren. In diesem Fall zeigte das Verfahren eindeutig: Das durch den Basenaustausch verursachte veränderte Protein TGA1 im Mais ist ein Repressor, das in Teosinte nicht.

Neue Aminosäure, neue Funktion – aber wieso?

Endgültig geklärt war die Fragestellung erst, nachdem nachvollzogen war, wie beide TGA1-Varianten funktionieren. TGA1 bindet in seiner Funktion als Regulator weiterer Prozesse an Abschnitte des Genoms – gleich, ob es eine Transkription aktiviert oder unterbindet. Es hätte deshalb sein können, dass TGA1 in Teosinte und Mais an verschiedene Basensequenzen bindet. Doch nach Inkubation des Proteins mit dem vermuteten Ziel-Genabschnitt und Auftrennen der Proben wie in einer Gel-Elektrophorese war klar: TGA1 bindet in beiden Varianten an den gleichen Genabschnitt. Ihre unterschiedliche Funktion rührt dagegen daher, dass das Protein jeweils eine andere dreidimensionale Struktur hat: Je stabiler die Verbindung zwischen Proteinbausteinen, desto stärker seine Wirkung als Repressor. Bekannt ist dieser Zusammenhang vor allem aus dem Laktoseabbau, der durch den sehr gut erforschten Repressor LacR reguliert wird.

Weitere Merkmale

Neben der Regulierung des Baus der Samenhülle kontrolliert tga1 auch andere morphologische Eigenschaften der Maispflanze. Zum Beispiel beeinflusst das Regulatorgen auch die Ausprägung der Verzweigung und die Form des Kolbens, wie das Forscherteam in weiteren Experimenten durch Gene-silencing - dem gezielten Stilllegen bzw. Ausschalten von Genen - zeigen konnte. Auch diese Veränderungen trugen dazu bei, dass der Mais zu dem wurde, was er heute ist: Zu einer der am meisten verzehrten Pflanze der Welt.

Perspektive

Die umfangreichen Experimente des Forscherteams lösen ein zehn Jahre altes Rätsel: Die Regulierung einer Reihe elementarer Pflanzenfunktionen wurde in der Teosinte durch eine winzige Mutation entscheiden verändert. Für die Kulturpflanzenforschung birgt dieses Ergebnis Chancen: Können wir durch gezielte Veränderungen eines Genoms das Potential von Pflanzen abrufen, die noch keine Hochleistungspflanzen oder noch nicht einmal Kulturpflanzen sind? Und können Züchter dadurch die Agrobiodiversität, die im Moment auf sieben Pflanzen als Grundnahrungsmittel beschränkt ist, wieder erweitern? Der Mais ist zumindest ein sehr gutes Beispiel dafür, dass aus einem unscheinbaren, aufwändig zu erntenden Süßgras eine wichtige, hocheffiziente Ernährungspflanze werden kann.