RNA-Modifikation aus einer Hand

Nachdem ein Gen in Boten-RNA (mRNA) transkribiert wurde, kann eine Zelle bestimmte Basenmuster erkennen und in einem zweiten Schritt mRNA-Basen gezielt editieren. Für den Tausch der Basen Cytidin und Uridin können PPR-Proteine beide Aufgaben ohne weitere Hilfe ausführen.

Eine Zelle ist eine hoch produktive Fabrik. Zahlreiche Enzyme übersetzen im komplexen Zusammenspiel Gene in Boten-RNAs (mRNA), damit die im Gen kodierten Proteine produziert werden können. Manchmal jedoch wird eine mRNA nachträglich verändert, indem ein Enzym eine ihrer Basen gegen eine andere austauscht. Genetiker sprechen dann von einer RNA-Modifikation oder allgemeiner von RNA-Editing bzw. RNA-Editierung. Einen solchen Prozess im Laubmoos Physcomitrella patens haben Molekularbiologen der Universität Bonn nun genauer untersucht.

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Änderung von Cytidin zu Uridin

Pflanzen haben mehr als 500 Proteine, welche in der mRNA zu ändernde Basen identifizieren können. Finden sie eine solche Base, aktivieren sie ein Enzym, das die Base modifiziert. In den Plastiden von Samenpflanzen gibt es etwa 20 bis 40 Nukleotide, die nicht mit deren Genom übereinstimmen. In Mitochondrien ist praktisch jedes Gen betroffen. Typisch ist dabei die Veränderung von Cytidin zu Uridin. Wie das RNA-Editing funktioniert, ist bislang jedoch erst in Ansätzen verstanden.

Das Team um Volker Knoop hat dazu ein bestimmtes Protein aus dem Laubmoos (Physcomitrella patens) in das Bakterium Escherichia coli übertragen. Dabei handelte es sich um ein sogenanntes PPR-Protein (Pentatricopeptide repeat). Von dieser Gruppe Proteine ist bekannt, dass sie mRNA-Basen identifizieren können. Sie besitzen mit der DYW-Domäne an ihrem Ende eine Abfolge von Aminosäuren, die jenem Enzym ähnelt, das die RNA-Modifikation durchführt: die Cytidin-Desaminase. Dies führte zu der Vermutung, dass PPR-Proteine neben der Identifikation auch die Modifikation selbst ausführen könnten.

PPR-Proteine besitzen auch Desaminase-Funktion

In E. coli gibt es keine Cytidin-Desaminase. Die Forscher transferierten daher zunächst das ppr65-Gen und das Gen, auf dessen mRNA das Protein spezialisiert ist, in das Bakterium. Sollte nun eine Modifikation der mRNA erfolgen, wäre das ein Zeichen, dass das PPR-Protein keine weiteren Enzyme für diesen Schritt benötigt. „Tatsächlich konnten wir zeigen, dass diese Gruppe von PPR-Proteinen die RNA von E. coli edieren kann“, berichtet Mareike Schallenberg-Rüdinger, die mit Volker Knoop das Projekt geleitet hat. „Sie benötigt dazu also keine separate Desaminase.“

Durch Mutationen der Ziel-RNA konnten die Forscher zeigen, dass für die erfolgreiche Identifikation der Ziel-RNA korrekt platzierte Purine wichtiger sind als Pyrimidine. Indem sie bestimmte Aminosäuren des PPR-Proteins veränderten, konnten die Wissenschaftler außerdem bewirken, dass das PPR-Protein mit einer entsprechend abweichenden mRNA interagierte. Dabei stellte sich heraus, dass eine zu große Passgenauigkeit zwischen mRNA-Zielsequenz und PPR-Protein dazu führt, dass die Effizienz der Editierung sinkt. Vermutlich infolge einer zu starken Bindung. Das würde auch erklären, weshalb die PPR-Proteine eine gewisse Toleranz bei der Bestimmung ihres Ziels haben.

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DYW-Domäne ist maßgeblich für die Edierungsfunktion

Weiterhin bestätigte die Studie, dass die DYW-Domäne des PPR-Proteins für die Desaminase-Funktion entscheidend ist: Änderten die Forscher auch nur eine Aminosäure an sechs unabhängigen Positionen der Domäne zu Alanin, fand keinerlei RNA-Editing mehr statt.

Ihre Beobachtungen kontrollierten die Biologen mit einem zweiten Protein, PPR56, das im Laubmoos zwei unterschiedliche mRNAs modifiziert. Auch hier fand im transformierten Bakterium das gleiche RNA-Editing statt wie in der Pflanze. Einen wichtigen Unterschied zu PPR65 gab es jedoch: Während PPR65 nur sieben originär bakterielle mRNA-Sequenzen zusätzlich modifizierte, interagierte PPR56 mit 79.

Eine Erklärung liefern die Forscher gleich mit: Sechs der sieben von PPR65 veränderten bakteriellen mRNA-Sequenzen besaßen an einigen Positionen identische Sequenzen. Bei PPR56 waren diese Bereiche weniger stark konserviert. Es gab also Abweichungen im Vergleich zur bakteriellen mRNA-Sequenz. PPR56 dürfte hinsichtlich der Zielsequenz demnach flexibler arbeiten. Allerdings nahm für beide Proteine die Modifikationseffizienz ab, je stärker die RNA-Sequenz von der eigentlichen Zielsequenz abwich.

Hilfreich auch für das Studium anderer Organismen

Um andere Einflussfaktoren auszuschließen, hat das Team die möglichen Sekundärstrukturen der Ziel-RNA mittels Computermodellen berechnet. Dabei fanden sich keine stabilen Strukturen, die eine erhöhte oder verringerte Effizienz der Editierung erklären würden. Außerdem integrierten die Forscher das effizienteste Nebenziel von PPR56 in den Klonierungsvektor, um zu testen, ob die Nähe des Ziel-Gens zum ppr56-Gen die Effizienz der Editierung beeinflusst. Tatsächlich sank im konkreten Fall die Effizienz sogar – ein sicheres Zeichen, dass die Kombination von Protein und Ziel in einem Vektor die Editierung nicht per se begünstigt.

„Dieses neue und einfache bakterielle System wird sich als wertvoll erweisen, um die RNA-Editierung vom DYW-Typ weiter zu charakterisieren, insbesondere bei Arten, die gegenwärtig genetisch nicht leicht zugänglich sind“, hoffen die Forscher. Weiter beschäftigen wird sie die Frage, weshalb der Prozess des RNA-Editing evolutionär überhaupt entstanden ist.