Die Editierung durch CRISPR/Cas erfordert lediglich eine transiente Aktivität des Editierungssystems und keine stabile Integration ins Genom. Diese ist oft auch unerwünscht, da es bei einigen Pflanzen schwierig ist, das Transgen wieder zu eliminieren. In der pflanzlichen Gewebekultur werden genetisch modifizierte Zellen klassisch über eine Resistenz auf einem Transgen selektiert, so dass sie gegenüber nicht-modifizierten Zellen einen Wachstumsvorteil haben. Wie soll in Zukunft in der Gewebekultur auf effiziente CRISPR/Cas Editierung selektiert werden, wenn es keinen stabil integrierten Selektionsmarker gibt? Bei hoher Anzahl von Genomkopien (Ploidie) in vielen Nutzpflanzen wird das Problem der Selektion noch dringlicher, da möglichst vollständig (in allen Allelen) editierte Individuen erwünscht sind. Das Ziel dieses Forschungsvorhabens ist es, pflanzliche Gene zu identifizieren, die in ihrer dysfunktionalen, mutierten Form eine Selektion von pflanzlichen Zellen in Gegenwart einer (für den Wildtyp toxischen) Chemikalie im Wachstumsmedium erlauben. Die Mutation soll aber keinen Phänotyp im landwirtschaftlichen Kontext der Pflanze verursachen. Solche Markergene können in Multiplex CRISPR/Cas Ansätzen zusammen mit einem gewünschten Zielgen editiert werden. Die
Selektion auf den Marker wird solche Individuen identifizieren, in denen (transient) eine hohe Aktivität des CRISPR-Systems vorlag, und die daher mit größerer Wahrscheinlichkeit eine Editierung im Zielgen aufweisen. Die Entwicklung transgenfreier Editierungsverfahren ist hingegen nicht Ziel dieses Vorhabens.